PRRS 바이러스 전파에 영향을 미치는 요소들 -2

 1. PRRS 음성 후보돈 도입과 순치의 중요성 그리고 백신 적용 사례 -1

  2. PRRS 음성 후보돈 도입과 순치의 중요성 그리고 백신 적용 사례 -2

 3. PRRS 바이러스 돈군 상태 분류와 바이러스 감염 위험 요소들

  3-1. PRRS 바이러스 전파에 영향을 미치는 요소들 -1

  3-2. PRRS 바이러스 전파에 영향을 미치는 요소들 -2

 4. PRRSV 양성 안정화 vs 불안정 상태의 농장 비교 

  4-1. 거세/단미 조직액을 활용한 PRRS 바이러스 안정화 모니터링

 5. PRRS 바이러스에 대한 면역 지속기간 

 6. 농장내 PRRS 발생 전/후 생산성적 변화와 경제적 손실

 7. PRRS 바이러스를 제거하기 위한 컨트롤 전략들

  7-1. 성공적인 PRRS 바이러스 컨트롤을 위한 내부 차단방역 관리 

3. PRRS 바이러스 전파에 영향을 미치는 요소들

3.1 감염 일령

 PRRS 바이러스 strain과 관계없이 3주령 자돈들은 비육돈 또는 성돈과 비교했을때 바이러스혈증 기간이 상당히 길게 나타났다. 마찬가지로 2개월령 돼지는 6개월령보다 림프절, 폐 그리고 기관기관지 swab에서 많은 양의 바이러스가 나타났다.

 4주령 자돈 6두, 4개월령 돼지 6두를 PRRS 바이러스 감염시킨 후 폐 혈관내 대식세포(PIM)를 관찰했을때 4주령 자돈에서 더 많은 양의 바이러스가 관찰됐다(10^5.43 vs 10^4.59 TCID₅₀/ml; p<0.02)(표 6).

3.2 병원성 

 높은 병원성 strain MN-184를 감염시켰을때 낮은 병원성 strain MN-30100 보다 혈청과 편도에서 더 많은 양의 바이러스가 나타났다. 또한 MN-184 감염시킨 돼지들은 오랜 기간 오염된 공기 전파를 일으켰다. 

 마찬가지로 MN-184에 감염된 웅돈들은 병원성이 낮은것과 비교했을때 감염 후 7~14일 시점에 구강액에서 더 많은 양의 바이러스가 나타났다.

 5~8주령 돼지 3두를 대상으로 유럽형 저병원성 subtype 1(Lelystad)와 고병원성 subtype 3(Lena) 바이러스를 감염시킨 후 폐 혈관내 대식세포(PIM)를 관찰했을때 고병원성 바이러스에 감염된 돼지들에서 더 많은양의 바이러스가 나타났다(그림 6). 

 결과적으로 이런 데이터들은 저병원성보다 고병원성에 감염된 돼지들에서 더 많은양의 바이러스를 배설한다는 결과를 보여준다.

3.3 면역 반응 

 PRRS 바이러스에 대한 면역 반응은 감염에 영향을 미치는 가장 중요한 요소이다. 중화항체(NA)와 세포성 면역(CMI)는 PRRS 바이러스 제거 또는 예방과 관련된 면역 반응이다. 

 대부분의 돼지들은 감염 7~14일 후 항체 양성 전환된다. IgM은 최초의 항체 반응이며 42일까지 관찰되며 IgG는 감염 2주후 나타나고 21~42일 후 피크에 도달한다. 피크 도달 후 IgG 수치는 몇달간 안정기(plateau)를 지나 감소하기 시작한다(그림 7). 

 PRRS 바이러스 방어 항체는 이런 초기 반응 항체들이 아닌 중화항체이며 일반적으로 감염 4주 후 나타난다. 세포성 면역 또한 감염 4주 후 나타나고 바이러스 특이 IFN-γ 분비 세포들(IFN-γ-SC)은 감염 후 10주간 변동을 거듭한다. 감염 25주 후 가장 높은 수치에 도달하고 몇달간 안정적인 수치를 유지한다(그림 7). 

4. 참고 문헌 

1. https://www.prrscontrol.com/epidemiology/transmission-between-herds/

2. Wills RW, Zimmerman JJ, Swenson SL, Yoon KJ, Hill HT, Bundy DS, McGinley MJ. Transmission of PRRSV by direct, close, or indirect contact. Swine Health and Production. 1997;5(6):213–218.

3. Arruda AG, Tousignant S, Sanhueza J, Vilalta C, Poljak Z, Torremorell M, Alonso C, Corzo CA. Aerosol Detection and Transmission of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV): What Is the Evidence, and What Are the Knowledge Gaps? Viruses. 2019 Aug 3;11(8):712.

4. Otake S, Dee S, Corzo C, Oliveira S, Deen J. Long-distance airborne transport of infectious PRRSV and Mycoplasma hyopneumoniae from a swine population infected with multiple viral variants. Vet Microbiol. 2010 Oct 26;145(3-4):198-208.

5. Thakur KK, Revie CW, Hurnik D, Sanchez J. Modelling contamination of trucks used in the shipment of pigs infected with porcine reproductive and respiratory syndrome virus. J Swine Health Prod. 2017;25(4):183–193.

6. Dee S, Deen J, Rossow K, Wiese C, Otake S, Joo HS, Pijoan C. Mechanical transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus throughout a coordinated sequence of events during cold weather. Can J Vet Res. 2003 Jan; 67(1): 12–19.

7. Otake S, Dee SA, Rossow KD, Deen J, Joo HS, Molitor TW, Pijoan C. Transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus by fomites (boots and coveralls). J Swine Health Prod. 2002;10(2):59–65.

9. Otake S, Dee SA, Rossow KD, Moon RD, Pijoan C. Mechanical transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus by mosquitoes, Aedes vexans (Meigen). Can J Vet Res. 2002 Jul;66(3):191-5.

10. Raymond P, Bellehumeur C, Nagarajan M, Longtin D, Ferland A, Müller P, Bissonnette R, Simard C. Porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) in pig meat. Can J Vet Res. 2017 Jul; 81(3): 162–170.

11. Pileri E. Transmission of porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV): assessment of the reproductive rate (R) in different conditions.